Viroide latente del lúpulo en cannabis: síntomas, análisis y control

Los cultivadores lo llamaban dudding antes de que nadie conociera la causa. Una variedad que había funcionado bien durante años salía baja y quebradiza, con flores pequeñas y sueltas y poca resina, mientras las plantas de al lado tenían un aspecto normal. En 2019, dos grupos de California dieron con el origen: el viroide latente del lúpulo (Bektaş et al., 2019; Warren et al., 2019). Desde entonces ha aparecido allí donde el cannabis se propaga por esquejes.

Esta guía explica qué es el viroide, qué le hace al cultivo, cómo se mueve por una instalación, dónde y cuándo tomar muestras, qué limpia una cuchilla y cómo es un programa de control. También separa las cifras que salen de experimentos de las que salen de notas de prensa.

Qué es un viroide

Un viroide es el patógeno más pequeño que se conoce: un anillo cerrado de ARN sin cubierta proteica y sin genes que codifiquen proteínas. El viroide latente del lúpulo, abreviado HLVd, tiene 256 nucleótidos. Se describió por primera vez en el lúpulo, donde se encontró en todo el mundo y no parecía causar síntomas, y de ahí viene la palabra latente (Puchta et al., 1988).

En el cannabis no es inofensivo. Cuando se inocularon plantas sanas con una copia clonada del viroide, se quedaron achaparradas, desarrollaron hojas malformadas y amarillentas y dieron positivo; las plantas con inoculación simulada, no. Esa es la prueba de que el viroide causa la enfermedad (Warren et al., 2019).

Qué aspecto tiene

La dificultad es que a menudo no tiene ninguno. En las plantas madre la infección no da síntomas en la mayoría de los casos, o como mucho algo de rizado o moteado en las hojas más jóvenes. Los síntomas que pasaron inadvertidos en la sala de vegetativo suelen aparecer de una a tres semanas después del paso a floración (Buirs y Punja, 2024).

• En propagación. Los esquejes de plantas infectadas enraízan con menos fiabilidad (Warren et al., 2019).
• En vegetativo. Hojas más pequeñas, entrenudos más cortos, menos vigor y, a veces, nada en absoluto (Adkar-Purushothama et al., 2023).
• En floración. Plantas achaparradas, con tallos quebradizos y ramas que crecen hacia fuera, y flores pequeñas con menos tricomas (Bektaş et al., 2019).
• En los tricomas. Pedúnculos más cortos y cabezas más pequeñas que se arrugan cuando la flor se seca (Punja et al., 2024a).

No todas las variedades reaccionan igual. Algunas llevan el viroide y no muestran casi nada, lo que las convierte en las plantas más peligrosas de una sala de madres.

Lo que cuesta

Los mejores datos de campo proceden de invernaderos canadienses. En las plantas infectadas, los tallos de las inflorescencias, el peso fresco y la altura de la planta quedaron entre un 12 y un 42 % por debajo de los de las plantas sanas, según el genotipo, y los niveles de THC y de terpenos en las flores enfermas fueron significativamente más bajos (Punja et al., 2024a). En una comparación en paralelo de cinco genotipos, el peso fresco de flor se redujo de forma significativa en tres y no cambió en dos (Punja et al., 2024b).

El lúpulo aporta las únicas cifras controladas que existen desde hace tiempo: un 35 % menos de rendimiento en conos y un 30 % menos de ácidos alfa en una variedad, y ninguna pérdida significativa de rendimiento con un 15 % menos de ácidos alfa en otra (Barbara et al., 1990). El patrón es el mismo que en el cannabis: se resiente el producto además del peso, y la variedad decide cuánto.

Las cifras más citadas son más débiles de lo que parecen. Las afirmaciones de que el 90 % de las instalaciones californianas están infectadas, de que el sector pierde 4000 millones de dólares al año y de que el THC cae entre un 50 y un 70 % proceden de los análisis que un vivero hizo a sus propios clientes y de la prensa del sector, no de estudios publicados; una revisión muy citada da artículos de prensa como fuente (Adkar-Purushothama et al., 2023). El mayor muestreo publicado encontró el viroide en el 25,6 % de 15 947 muestras de nueve provincias canadienses entre 2020 y 2023, del 5,3 % al 92 % según la provincia y el año (Punja et al., 2024a). Eran muestras que los cultivadores decidieron enviar, así que tampoco es una prevalencia, pero es un recuento real.

Cómo se propaga

Los investigadores que han estudiado la transmisión en el cannabis ordenan las vías así: primero los esquejes infectados, después las raíces infectadas y el agua recirculada (Punja et al., 2025).

• Esquejes. Los clones sacados de madres infectadas llevaban el viroide en proporciones de hasta el 100 % en un plazo de cuatro semanas. Una madre infectada es una cadena de producción de plantas infectadas.
• Raíces y agua. Un esqueje sano que compartió durante dos semanas un clonador aeropónico con uno infectado se infectó. Lo mismo les pasó a plantas sanas situadas en el extremo opuesto de una bandeja de inundación. Las superficies de las mesas bajo plantas infectadas también tenían el viroide.
• Heridas. La savia de una planta infectada sobre un corte reciente llegó a las raíces en un plazo de dos a tres semanas y a las hojas en cuatro a seis; los síntomas aparecieron hacia las diez semanas. En el lúpulo, cortar tallos transmitió el viroide con más eficacia que el roce entre plantas (Adams et al., 1996).
• Semilla y polen. En el cáñamo, entre el 58 y el 84 % de las plántulas de cruces con un progenitor infectado dieron positivo (Atallah et al., 2024). En dos pruebas con semillas de cannabis, 14 de 16 y 16 de 16 semillas dieron positivo (Punja et al., 2024b; Punja et al., 2025). La semilla no es, por definición, un comienzo limpio.
• Insectos. Los pulgones que se alimentaban de plantas infectadas adquirieron el viroide, pero no lo pasaron a plantas sanas en el único ensayo que lo comprobó (Ong et al., 2025).

El viroide también parece moverse más deprisa cuando las plantas florecen: en una prueba pequeña, sus niveles con 12 horas de luz fueron más altos en todos los tejidos que con luz continua, y los más altos de todos se dieron en las flores (Punja et al., 2025). Una planta que salió limpia en vegetativo puede dar positivo en floración.

Análisis: dónde y cuándo tomar muestras

Los laboratorios detectan el ARN del viroide mediante RT-PCR, RT-qPCR o RT-LAMP. Un buen ensayo de RT-qPCR detecta unas diez copias (Punja et al., 2025). El punto débil no es el ensayo sino la muestra, porque el viroide se reparte de forma desigual por la planta.

En plantas madre de 11 genotipos, 24 de 30 muestras de raíz dieron positivo, frente a 9 de 30 muestras de hoja y 5 de 15 de pecíolo. Ninguna planta negativa en las raíces dio positivo en una hoja o en un pecíolo, mientras que muchas que eran positivas en las raíces dieron negativo en la parte aérea (Punja et al., 2024b).

Un segundo estudio llegó a la conclusión contraria, con las hojas tan buenas como las raíces, pero partía de plantas que ya se sabía que eran positivas en un análisis de hoja, así que no podía encontrar las plantas que a un análisis de hoja se le escapan. Sí mostró que el viroide se acumula con la edad: la señal en las hojas se duplicó o triplicó aproximadamente entre las semanas cinco y diez, y una planta que era negativa a las cinco o seis semanas era positiva dos semanas después (Fernandez i Marti et al., 2023).

• Toma muestras de raíz donde puedas, o de varios tejidos de la misma planta. Una hoja dice poco.
• Analiza más de una vez. Un resultado negativo en una planta joven no es un resultado limpio. La detección más temprana fue en las raíces de esquejes enraizados de dos semanas.
• Analiza las madres según un calendario y cada genética nueva antes de que entre en la sala de madres.
• No te fíes del ojo. La mayoría de las madres infectadas parecen sanas, y las imágenes de infrarrojos tampoco las distinguieron (Buirs y Punja, 2024).

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Limpiar herramientas y superficies

El ARN del viroide es resistente. En la savia seguía siendo detectable al cabo de una semana, en hojas y raíces secas al cabo de cuatro semanas, y también tras calentarlo hasta 90 °C durante media hora (Punja et al., 2025). El mismo estudio probó los productos que los cultivadores usan en cuchillas y mesas.

La lejía funcionó: una dilución al 10 % de un producto al 8,25 %, en torno a un 0,8 % de hipoclorito sódico, degradó el ARN en dos minutos, y el ácido hipocloroso a 1000 ppm lo hizo en uno. El etanol al 70 % no hizo nada en diez minutos, y tampoco Virkon ni un producto de peróxido en uno. Ninguno de los productos funcionó sobre trozos de raíz o de hoja en dos minutos, así que primero hay que quitar los restos.

Dos advertencias. Esta prueba mide si el ARN todavía se puede detectar, no si todavía puede infectar a una planta. Y en un viroide emparentado del tomate, donde se midió la infección en sí, tanto una dilución de lejía al 10 % como Virkon al 2 % detuvieron la transmisión en diez segundos (Li et al., 2015), así que el resultado de Virkon no está cerrado. La lejía es el único producto que supera los dos tipos de prueba. Prepárala en el momento, limpia bien la cuchilla, sumérgela entre planta y planta, y después enjuaga y engrasa las herramientas, porque la lejía corroe el acero.

¿Se puede salvar una variedad infectada?

A veces. El ápice en crecimiento de un brote suele ir por delante del viroide, y una planta regenerada a partir de un meristemo de unos 0,4 mm puede estar limpia. En ocho genotipos de cannabis, 37 de 91 meristemos dieron plantas libres del viroide, y el resultado fue de ninguno a todos según el genotipo (Punja et al., 2025). Las plantas se siguieron por RT-qPCR durante seis meses antes de darlas por limpias.

El calor o el frío antes del cultivo pueden ayudar. En el lúpulo, meses de conservación en frío seguidos de cultivo de meristemos dieron 28 plantas limpias de 77 (Adams et al., 1996), y dos semanas a 35 °C redujeron los niveles del viroide entre un 70 y un 90 % sin llegar a eliminarlo (Matoušek et al., 1995). En el cannabis, el tratamiento térmico combinado con el cultivo de meristemos eliminó el viroide en 5 de 13 variedades (Torres et al., 2025). Es un trabajo de laboratorio que lleva meses: merece la pena para una variedad que no se puede reemplazar, y no para una que se puede volver a comprar limpia.

Un programa de control

En la sala no hay ni producto que pulverizar ni cura. El control consiste en encontrar las plantas infectadas y sacarlas antes de que se multipliquen. Una instalación de invernadero analizó sus plantas madre cada semana y destruyó todas las positivas: en seis meses, la proporción de plantas madre infectadas bajó del 22 % al 1 % (Buirs y Punja, 2024).

• Empieza limpio. Compra material analizado, y pon en cuarentena y analiza cada variedad nueva, semillas incluidas.
• Protege a las madres. Sus propias herramientas, sus propios guantes y ningún riego compartido con las plantas de producción.
• Analiza y retira. Raíces, según un calendario, y otra vez antes de sacar esquejes. Una madre positiva se va, con todo lo que se haya cortado de ella.
• Desinfecta entre planta y planta. Lejía sobre cuchillas limpias, y guantes nuevos o una inmersión entre madre y madre.
• Cuidado con el agua. Los sistemas de recirculación y las bandejas compartidas conectan todas las raíces que hay en ellos. Retira las raíces muertas y los restos, y desinfecta bandejas y mesas entre lotes.
• Lleva el árbol genealógico. Registra de qué madre salió cada lote, para que un solo positivo te diga qué otras plantas revisar.

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Lista de comprobación del HLVd

1. Analiza cada planta madre, a partir de las raíces, y repítelo con un calendario fijo.
2. Pon en cuarentena las genéticas nuevas y analízalas dos veces, con unas semanas de diferencia, antes de que se junten con las madres.
3. Retira las plantas positivas y los esquejes sacados de ellas.
4. Dale a la sala de madres sus propias herramientas y desinféctalas con lejía recién preparada entre planta y planta.
5. No compartas clonadores, bandejas ni agua recirculada entre plantas analizadas y sin analizar.
6. Etiqueta cada lote con su madre y su fecha de esquejado.
7. Recorre las salas de floración en las semanas dos a cuatro y analiza cualquier planta que se quede atrás respecto a sus vecinas.

Referencias

1. Adams AN, Barbara DJ, Morton A, Darby P (1996). The experimental transmission of hop latent viroid and its elimination by low temperature treatment and meristem culture. Annals of Applied Biology 128(1):37–44.
2. Adkar-Purushothama CR, Sano T, Perreault J-P (2023). Hop latent viroid: a hidden threat to the cannabis industry. Viruses 15(3):681.
3. Atallah OO, Yassin SM, Verchot J (2024). New insights into hop latent viroid detection, infectivity, host range, and transmission. Viruses 16(1):30.
4. Barbara DJ, Morton A, Adams AN, Green CP (1990). Some effects of hop latent viroid on two cultivars of hop (Humulus lupulus) in the UK. Annals of Applied Biology 117(2):359–366.
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6. Buirs L, Punja ZK (2024). Integrated management of pathogens and microbes in Cannabis sativa L. (cannabis) under greenhouse conditions. Plants 13(6):786.
7. Fernandez i Marti A, Parungao M, Hollin J, Selimotic B, Farrar G, Seyler T, Anand A, Ahmad R (2023). A novel, precise and high-throughput technology for viroid detection in cannabis (MFDetect™). Viruses 15(7):1487.
8. Li R, Baysal-Gurel F, Abdo Z, Miller SA, Ling K-S (2015). Evaluation of disinfectants to prevent mechanical transmission of viruses and a viroid in greenhouse tomato production. Virology Journal 12:5.
9. Matoušek J, Trněná L, Svoboda P, Oriniaková P, Lichtenstein CP (1995). The gradual reduction of viroid levels in hop mericlones following heat therapy: a possible role for a nuclease degrading dsRNA. Biological Chemistry Hoppe-Seyler 376(12):715–721.
10. Ong M, Munz J, Feng A, Yaqub S, Buirs L, Gries G (2025). Acquisition of hop latent viroid from viroid-infected cannabis plants by rice root aphids and cannabis aphids. Archives of Virology 170(11):221.
11. Puchta H, Ramm K, Sänger HL (1988). The molecular structure of hop latent viroid (HLV), a new viroid occurring worldwide in hops. Nucleic Acids Research 16(10):4197–4216.
12. Punja ZK, Wang K, Lung S, Buirs L (2024a). Symptomology, prevalence, and impact of Hop latent viroid on greenhouse-grown cannabis (Cannabis sativa L.) plants in Canada. Canadian Journal of Plant Pathology 46(2):174–197.
13. Punja ZK, Kahl D, Reade R, Xiang Y, Munz J, Nachappa P (2024b). Challenges to Cannabis sativa production from pathogens and microbes: the role of molecular diagnostics and bioinformatics. International Journal of Molecular Sciences 25(1):14.
14. Punja ZK, Scott C, Tso HH, Munz J, Buirs L (2025). Transmission, spread, longevity and management of hop latent viroid, a widespread and destructive pathogen affecting cannabis (Cannabis sativa L.) plants in North America. Plants 14(5):830.
15. Torres A, Pauli C, Sarmiento C, Zalewski C, Gaudino R (2025). Differential gene expression analysis of Cannabis sativa following hop latent viroid (HLVd) eradication therapy in micropropagation tissue culture. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 161(3):66.
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